干货分享 | 超级清晰的免疫荧光实验流程

虾米

实验技能分享免疫荧光

免疫荧光（Immunofluorescence，IF）是在免疫学、生物化学和显微镜技术的基础上建立起来的一种强大的技术。它的原理是利用荧光标记的抗体作为探针对组织或细胞内的特定抗原进行定位和定性的分析。IF是一个很好的检测技术工具，用于研究感兴趣的产物如分子、蛋白质或糖蛋白的表达、定位、分布和迁移。

免疫荧光检测方法

直接免疫荧光：携带荧光素的抗体直接与抗原反应，形成抗原—荧光素[color=var(--weui-LINK)][url=]标记抗体[/url]复合物。该法优点是较简单，特异性较高；缺点：应用范围较窄，敏感性也较低。

[color=var(--weui-LINK)][url=]间接免疫荧光[/url]：先用特异性抗体与细胞内相应抗原结合，再用[color=var(--weui-LINK)][url=]荧光素标记[/url]的二抗与特异性抗体相结合，形成抗原-特异性抗体-标记荧光抗体的复合物。（实验室最常用的方法）。

间接免疫荧光主要介绍

间接免疫荧光试验的主要步骤包括制备样品、固定、通透、封闭、以及一抗和二抗的孵育和最后的激光共聚焦拍照。

1.  细胞准备

将细胞接种于加有爬片的24孔板中，待细胞长到合适的密度进行样品的处理。密度太大，会造成细胞过于拥挤，形态不佳且边界不清，并且导至染色背景过深。如果细胞过少会导至细胞活性不佳，从而易发生非特异性染色，因此，染色时细胞密度最好在60%-70%左右。

2. 固定

使用4%的PFA室温固定30min。[color=var(--weui-LINK)][url=]固定液[/url]的选择取决于被研究抗原的性质及所用抗体的特性，目前4%甲醛较常用，适用于研究细胞膜蛋白。

3. 通透

固定结束后，用1×PBS洗三遍后，加入0.1%TritonX-100 100μL/片，室温通透10min。通透的目的是在细胞膜上打孔，让抗体进入细胞内于抗原结合。

4. 封闭

通透结束后，用1×PBS洗三遍，加入10% FBS PBS 100 μL/片进行封闭。封闭是为了放置内源性非特异性蛋白抗原结合。

5.  一抗孵育

将相应的一抗用10% FBS PBS以1：500稀释比例进行稀释，加入稀释好的一抗100μL/片。室温孵育1h。

6. 二抗孵育

1h结束后，用1×PBS洗三遍，将与一抗同种属的二抗用10% FBS PBS以1：500或1：1000的稀释比例进行稀释。加入稀释好的二抗100μL/片。室温孵育1h。

7. DAPI染核

二抗孵育结束后，用1×PBS洗三遍，加入DAPI100μL/片，室温染核10min。

8. 封片

封片：染核结束后用1×PBS洗三遍，然后用超纯水洗三遍，在载玻片上滴加防淬灭封片剂，将爬片弃干水后轻轻倒置放于载玻片上，室温避光干燥，-20℃保存。

9.利用[color=var(--weui-LINK)][url=]激光共聚焦显微镜[/url]拍照

注意事项：

一抗必须来源于不同种属，且荧光标记二抗、一抗的种属要匹配，二抗不能有交叉反应；

从孵育二抗开始，注意避光操作，尤其是紫外光的照射，以免荧光淬灭导至假阴性结果；

洗涤过程中，动作要轻柔，防止把细胞吹洗掉；

选择合适的细胞密度进行试验。